Ақпарат

Эмбриогенездің даму реттілігі геномның қай бөлігінде орналасқан?


Геномның қай бөлігі немесе бөліктері тізбектерге орналасқан. Олар хромосомаларға таралған ба? Егер солай болса, оларға эмбриогенез кезінде дәлдікпен қалай қол жеткізуге болады?


Бұл өте жалпы сұрақ. «Даму дәйектілігі» кез келген басқа гендер сияқты. Барлық гендер сияқты олар жартылай кездейсоқ түрде геном арқылы таралады. Геномда генге бай және кедей аймақтар болса да, кейбір ерекшеліктерді қоспағанда-гомеобокс гендері-гендер қызметі бойынша топталмаған.

Оларға дәйекті түрде қалай қол жеткізілетіні туралы - бұл үлкен мәселе, бірақ бұл эмбриогенезге тән емес. Гендерді әрқашан белгілі бір уақытта және белгілі бір ынталандыруға жауап ретінде қосу/өшіру қажет болады. Бұл әсіресе даму кезеңінде айқын, бірақ оған ғана тән емес.

Мұның негізгі әдісі - кері байланыс және бақылау циклдары. А гені В генінің транскрипциясын белсендіреді, ол С генін белсендіреді, содан кейін А ажыратылады, егер сіз А -ды қоссаңыз, қалғандары орын алады. Эмбриондардың дамуының бір жолы - ананың мРНҚ -сы. Бұл ұрықтандырылған жұмыртқада болатын және аударыла бастаған мРНҚ молекулалары. Бұл бізге А генін белсендірудің бастапқы нүктесін береді, содан кейін В қосылады және т.

Бұл жауап үлкен жеңілдету, бірақ толық жауап PhD жобаларының бірнеше (немесе 40) жобасын қамтуы мүмкін.


Тердон үйлестіру қалай жүзеге асатыны туралы дұрыс айтады, мен білемін, кем дегенде бір студент өзінің дипломдық жұмысымен айналысады. Алайда, сіздің басқа сұрағыңызға тікелей жауап беру үшін, 2010 жылы менің генетика сабағымда берілген керемет шолу болды.

Айта кету керек, біз әлі күнге дейін маңыздылығы бар гендердің барлығын білмейміз. Сонымен қатар, АҚШ -та Хонг және басқалардың жұмысын қаржыландыру және жүргізу өте қиын болады.

Егер сіз мақаланы оқысаңыз, онда қатысатын бірнеше гендердің өмір бойы әр түрлі деңгейдегі белсенді гендер екенін байқайсыз. 4 -суретте ақпаратты таратудың жақсы мысалы келтірілген.

Назар аударыңыз, олар қолданатын гендердің үш категориясы мүлде өзгеше болды: бағаналы жасушаларға тән гендер, бұлшық ет, май және дәнекер тінінің гендері, айтарлықтай байытылған GO термині.

Егер сіз гендердің алуан түрлілігі туралы ойласаңыз, онда олардың бір жерге топтасуы тіпті оғаш болар еді. Тағы да, олар кездейсоқ емес шығар, бірақ оларда үлгі жоқ сияқты.

Олардың үйге әкелген бағасы туралы айту үшін:

Сонымен қатар, жарияланған мәліметтермен салыстыра отырып, біз дамудың 4-9 кезеңінде аналық геномның үш эмбриогенезі мен кейінгі органогенезі мен гистогенезі арасында болатын анатомиялық ерекшеленетін даму оқиғаларының молекулалық негізін қамтамасыз ететін реттелу профилі бар үш аналық генді анықтадық.

Маңыздысы, біздің геномдық өрнектердің геномдық және егжей-тегжейлі даму профилі бір биологиялық процестерге қатысатын гендердің жиі үйлесімді реттелетінін анықтады. Бұл нәтиже бізді гендік экспрессияның үлгілері, егер осы зерттеудегідей егжей -тегжейлі белгілі болса, даму процесінде геннің рөлін болжау үшін қолданылуы мүмкін деген гипотезаға әкелді.

Хун И, Лу Сюэ және Мин-Сион Гуо және т.б. FASEB J. 2010 қыркүйек; 24 (9): 3341-3350. doi: 10.1096/fj.10-158782 PMCID: PMC2923361


Реферат

Эмбриональды даму өсімдіктердің жыныстық жолмен көбеюінің маңызды кезеңін білдіреді. Жұмыртқа мен сперматозоидтардың бірігуі нәтижесінде эмбриогенез кезінде жасушалық бөліну мен жасушаның сәйкестігі арқылы ересек өсімдіктің негізгі жасушалары мен ұлпаларын анықтайтын тотипотентті жасуша - өсімдік зигота түзіледі. Кейінгі морфогенез фазасы толық өлшемді эмбрион шығарады, ал эмбриогенездің кеш жетілу процесі тұқымдарды тыныштыққа және кейінгі өнуге дайындайды, бұл өсімдіктердің өмірлік циклінің жалғасуын қамтамасыз етеді. Эмбриогенез туралы осы шолуда біз эудикот моделін салыстырамыз Arabidopsis thaliana монокотты дақылдармен, геномның активациясына, зиготаның ерте дамуының әкелік және аналық реттелуіне, ауксин мен WOX транскрипция факторлары сияқты паттернизацияның негізгі ұйымдастырушыларына бағытталған. Эмбрионның дамуының алғашқы кезеңдері өсімдіктер арасында сақталса да, эмбрионның жетілу бағдарламасы эудикот пен монокот арасында әртараптандырылған. Өсімдіктер түрлерінің бұл әртараптандырылуы эмбрионның жетілу кезеңінде анықталатын тұқым сапасының ерекшеліктеріне үй шаруашылығының ықтимал әсерін көрсетеді, сонымен қатар әр түрлі қоршаған орта жағдайында тұқымның өнуін қамтамасыз етеді. Бұл шолуда өсімдіктердегі эмбриональды дамудың маңызды ерекшеліктері, өсімдіктер эмбриондарын зерттеуде геномиканың қолданылуы мен қолданылуы сипатталған.


C. elegans дегеніміз не?

«ҚҰРТТЫ» БҰЛ ОТБАСЫСЫЗ КІРІСПЕ.

C. elegans бұл нематод - Nematoda класының мүшесі:

Ұзын цилиндр тәрізді дене пішіні бар тегіс қабықты, сегменттелмеген құрттардың филумы-бұл суда да, құрлықта да еркін тіршілік ететін және паразиттік формалар. (Ғылым мен техниканың академиялық баспасөз сөздігі)

C. elegans қауіпті емес, инфекциялық емес, патогенді емес, паразиттік емес организм. Ол кішкентай, ұзындығы шамамен 1 мм -ге дейін өседі және әлемнің көптеген бөліктерінде топырақта, әсіресе шіріген өсімдіктерде өмір сүреді, онда олар бактериялар сияқты микробтармен қоректеніп тіршілік етеді. Оның адам үшін экономикалық маңызы жоқ.

Неге оқу C. elegans?

Бүкіл әлемде мыңдаған ғалымдар биологияны зерттеумен айналысады C. elegans. 1994 жылдың қазаны мен 1995 жылдың қаңтары аралығында халықаралық жаратылыстану журналдарында осы жаратылыс туралы 73 ғылыми мақала пайда болды. Қазіргі уақытта халықаралық зертханалар консорциумы ДНҚ -ның 100 000 000 негізін түгелдеу бойынша жобамен жұмыс жасауда C. elegans геном Неліктен мұндай елеусіз организмді зерттеуге көп күш жұмсау керек?

C. elegans адам организмінің негізгі проблемалары болып табылатын көптеген маңызды биологиялық сипаттамалармен бөлісетін тірі организм сияқты. Құрт эмбриональды бөлінуден бастап, ересек адамға дейін морфогенезі мен өсуі арқылы дамудың күрделі процессінен өтетін бір жасуша ретінде ойластырылған. Оның «миы» бар жүйке жүйесі бар (перифериалды жүйке сақинасы). Ол мінез -құлықты көрсетеді және тіпті қарапайым оқуға қабілетті. Ол ұрық пен жұмыртқа шығарады, жұптасады және көбейеді. Көбеюден кейін ол біртіндеп қартаяды, күшін жоғалтады және ақырында өледі. Эмбриогенез, морфогенез, даму, жүйке қызметі, мінез -құлық пен қартаю және олардың гендермен қалай анықталатыны: тізімге қазіргі заманғы биологияның іргелі құпияларының көпшілігі кіреді. (Біз, өкінішке орай, сананың ең үлкен биологиялық жұмбақтары жоқ деп ойлауымыз керек C. elegans- бұл әлі де көрсетілуі керек!) C. elegans Бұл құбылыстарды көрсетеді, бірақ ұзындығы небары 1 мм және оны микроорганизм ретінде өңдеуге болады - ол әдетте бактериялармен себілген петри пластиналарында өсіріледі. Мөлдір денесінің барлық 959 соматикалық жасушалары микроскоппен көрінеді және оның орташа өмір сүру ұзақтығы небәрі 2-3 апта. Осылайша C. elegans зерттеушіге күрделілік пен тартымдылық арасындағы идеалды ымыраға келуді қамтамасыз етеді.

Қалай C. elegans жобаны оңтүстік африкалық биолог Сидней Бреннер бастамашы сілтеме бойынша табуға болады.

Биологиялық нобай нобайы C. elegans

C. elegans бұл еркін тіршілік ететін нематод. Екі жыныс бар: өзін-өзі ұрықтандыратын гермафродит және еркек. Ересек адамда түтік, сыртқы кутикула бар, оның ішінде екі ұсақ түтік, жұтқыншақ пен ішек және репродуктивті жүйе бар. Жануарлар көлемінің көп бөлігін репродуктивті жүйе алады. Гермафродиттің 959 соматикалық жасушаларының 300 -ге жуығы нейрондар. Нейрондық құрылымдар дәмге, иіске, температураға және жанасуға жауап беретін басындағы сезім мүшелерінің батареясын қамтиды. C. elegans көз жоқ, ол жарыққа сәл жауап бере алады. Басқа нейрондық құрылымдардың ішінде - дененің артына қарай өтетін вентральды жүйке сымы бар алдыңғы жүйке сақинасы. (Дорсальды жүйке сымы да кішірек.) 81 бұлшықет жасушасы бар. C. elegans суборальды және вентральды бұлшықеттердің бойлық төрт белдеуі арқылы қозғалады. Альтернативті иілу мен релаксация дене бойында доральды-вентральды толқындарды тудырады, жануарды алға жылжытады. Бұл диплоидты организмнің дамуы мен қызметі шамамен 17,800 әр түрлі гендермен кодталған.


Эмбриогенездің алғашқы кезеңдері зерттелді

Ломоносов атындағы Мәскеу мемлекеттік университетінің биология факультетінің ғалымдары Австрия мен АҚШ-тағы әріптестерімен бірлесіп жеке жасушаларда үш өлшемді геномдық ұйымның егжей-тегжейлі карталарын құрды және үшөлшемді ұйымның ерекшеліктерін зерттеді. тышқан зиготаларындағы ана мен әке геномы. Алынған нәтижелер журналда жарияланды Табиғат журнал

Ломоносов атындағы Мәскеу мемлекеттік университетінің биологтары бар халықаралық зерттеу тобы хроматин фибрилінің қаптамасы жеке жасушаларда айтарлықтай өзгеруі мүмкін екенін дәлелдеп, бұрын ұсынылған модельді дәлелдеді. Бұл нәтижелерге қол жеткізу жеке жасушалар ядроларындағы үшөлшемді геномдық ұйымды зерттеудің жаңа эксперименттік тәсілін жасаудың арқасында мүмкін болды.

Жасуша ядроларындағы ДНҚ молекулалары арнайы құрылымдарға, хромосомаларға жинақталған, оларды ақуыздар мен РНҚ -мен байланысты геномдық ДНҚ -ның күрделі, бірақ кездейсоқ емес шиеленістері деп түсінуге болады. Биологтар хроматин деп аталатын ДНҚ-ақуыз кешенінің тірі жасушаның ядросына қалай оралғанын зерттеуге мүмкіндік беретін жаңа техниканы ойлап тапты. Бұл әдіс Hi-C деп аталатын үш өлшемді геномды зерттеуге арналған классикалық тәсілдің жетілдірілген нұсқасы (хромосоманың жоғары өткізу қабілеттілігі).

Зерттеу тобының мүшесі Сергей Ульянов түсіндірді: «ДНҚ -ның үш ерікті үзіндісін алайық: А, В, С. Алғашқы екеуі көрші бола отырып, геномда бірінен соң бірі орналасады, ал үшіншісі - айталық - Алдыңғы екеуінен бірнеше миллион жұп қашықтықта орналасқан, алайда хромосоманы С фрагменті кеңістікте А немесе В -ге жақын болатындай етіп орауға болады. Біз бұл фактіні анықтай аламыз (бұл үш ерікті үшін емес) ДНҚ фрагменттері, бірақ бір мезгілде бүкіл геном үшін) және бұл ақпаратты тірі жасушада үш өлшемді хроматинді ұйымдастыру картасын құру үшін қолданыңыз. Hi-C әдісі осылай жұмыс істейді ».

Стандартты Hi-C әдісі бір эксперимент жасау үшін бірнеше жүздеген, тіпті миллиондаған жасушаларды қажет етеді. Алайда, жаңа әдіс зерттеулерге бір клеткамен жұмыс істеуге және үш өлшемді хромосомалық ұйымның жеке картасын салуға мүмкіндік береді. Бұл техниканың басты жаңалығы Hi-C экспериментінің соңғы сатысында біртұтас ядроларды іріктеу болып табылады, содан кейін олардың толық геномды күшейтуі. Бұл процесс арнайы фермент көмегімен бір ядродан ондаған мың ДНҚ көшірмесін алуға мүмкіндік береді.

Сергей Ульянов былай дейді: «Бұл біздің экспериментіміздің негізгі қадамы. Бүкіл геномды күшейту жеке жасушалардың геномдарымен тікелей операцияларды жүргізуге мүмкіндік береді. Біз оларды реттей аламыз және кез келген басқа манипуляцияларды жасай аламыз, соның ішінде үш өлшемді хроматинді бір жасушада зерттеу. Бір жасушалы технологиялар, атап айтқанда бір жасушаларды зерттеу және олармен манипуляциялар қазір молекулалық биологияның тез дамып келе жатқан саласына жатады ».

Бұл жаңа әдіс ғалымдарға тышқан зиготаларынан ана мен әкенің ядроларын бөлек зерттеуге және ана геномының үш өлшемді ұйымының әке геномынан қалай ерекшеленетінін зерттеуге мүмкіндік берді.

Илья Флямер, мақаланың бірінші авторы: «Біз тышқан зиготаларында үш өлшемді геномдық ұйымның талдауын жүргіздік. Аналық және әкелік ядролар бір жасушада, зиготада бір-бірімен бірге өмір сүретіні белгілі болды. Геномды орау әдісі. Аталық сперматозоид ядросынан пайда болған аталық пронуклеус кеңістікте белсенді емес бөліктерден тұрады. Бір таңқаларлығы, біз аналық пронуклеус екенін көрмейміз. Демек, аналық пронуклеус активті және репрессияланған хроматин бөлімдері бір -бірінен кеңістікте бөлінбеген сүтқоректілердің бірінші ядролық түрі ».

Осылайша, жаңа әдіс эмбриогенездің алғашқы кезеңдерін - ұрықтанғаннан кейін бірден зерттеуге мүмкіндік береді.

Илья Флямер былай деп қосты: «Зигота - организмдегі жасушалардың кез келген түрін туғызатын тотипотентті жасуша. Сондықтан алынған нәтижелер тотипотенттілік сипатын түсінуге көмектеседі және соматикалық жасушаларды қайта бағдарламалауды жетілдіруге мүмкіндік береді. индуцирленген плурипотентті бағаналы жасушаларды құру мүмкін емес ».

Үш өлшемді хроматинді ұйымдастыру-бұл жасушаның гендердің экспрессиясын бақылау үшін қолданатын маңызды реттеуші құралы. Ғылыми әдебиеттерде жасуша ядросындағы ДНҚ -ның қалыптан тыс қаптамасы мен адамның әртүрлі ауруларының, соның ішінде кейбір қатерлі ісіктердің дамуы арасындағы байланысты ашатын есептер барған сайын көбейіп келеді. Болашақта бір жасушалы Hi-C технологиясы ғалымдарға ісік жасушаларының кейбір субопопуляциясын, оның ішінде сирек кездесетіндерді зерттеуге мүмкіндік береді. Сонымен қатар, бұл бізді қатерлі ісіктердің пайда болу механизмін түсінуге жақындатады.

Жоба Ресей ғылым академиясының гендік биология институтымен және Австрия мен АҚШ -тан келген әріптестермен бірлесіп жасалды.

Жауапкершіліктен бас тарту: AAAS және EurekAlert! EurekAlert -те жарияланған жаңалықтардың дұрыстығына жауап бермейді! ұйымдарға үлес қосу арқылы немесе EurekAlert жүйесі арқылы кез келген ақпаратты пайдалану үшін.


Транскриптом бізге не айта алады?

РНҚ тізбегі ол транскрипцияланған ДНҚ тізбегін көрсетеді. Демек, зерттеушілер жасушадағы РНҚ тізбегінің барлық жиынтығын талдау арқылы (транскриптом) әрбір геннің организмнің жасушалары мен ұлпаларында қашан және қай жерде қосылатынын немесе өшірілетінін анықтай алады.

Қолданылатын техникаға байланысты, белгілі бір жасушада немесе ұлпада геннің экспрессиясы деп аталатын белсенділік мөлшерін анықтау үшін транскрипттердің санын жиі санауға болады.

Адамдарда және басқа организмдерде әрбір дерлік жасушада бір ген бар, бірақ әр түрлі жасушалар гендердің экспрессиясының әр түрлі заңдылықтарын көрсетеді. Бұл айырмашылықтар әр түрлі жасушалар мен тіндердің денсаулығына да, ауруларына да әсер ететін көптеген қасиеттері мен мінез -құлқына жауап береді.

Әр түрлі типтегі жасушалардың транскриптомдарын жинау және салыстыру арқылы зерттеушілер белгілі бір жасуша түрін құрайтынын, жасушаның бұл түрі қалыпты түрде қалай жұмыс жасайтынын және гендік белсенділіктің қалыпты деңгейінің өзгеруі ауруды қалай көрсететінін немесе оған қалай ықпал ететінін терең түсінуге болады. Сонымен қатар, транскриптомдар зерттеушілерге гендердің қай жасушада белсенді екендігі туралы жан-жақты суретті қалыптастыруға мүмкіндік береді.

РНҚ тізбегі ол транскрипцияланған ДНҚ тізбегін көрсетеді. Демек, зерттеушілер жасушадағы РНҚ тізбегінің барлық жиынтығын талдау арқылы (транскриптом) әрбір геннің организмнің жасушалары мен ұлпаларында қашан және қай жерде қосылатынын немесе өшірілетінін анықтай алады.

Қолданылатын әдіске байланысты, белгілі бір жасушада немесе ұлпада геннің экспрессиясы деп аталатын гендік белсенділік мөлшерін анықтау үшін жиі транскрипттердің санын санауға болады.

Адамдарда және басқа организмдерде әрбір дерлік жасушада бір ген бар, бірақ әр түрлі жасушалар гендердің экспрессиясының әр түрлі заңдылықтарын көрсетеді. Бұл айырмашылықтар әр түрлі жасушалар мен тіндердің денсаулығы мен ауруы бойынша көптеген қасиеттері мен мінез -құлқына жауап береді.

Әр түрлі типтегі жасушалардың транскриптомдарын жинау және салыстыру арқылы зерттеушілер белгілі бір жасуша түрін құрайтынын, жасушаның бұл түрі қалыпты түрде қалай жұмыс жасайтынын және гендік белсенділіктің қалыпты деңгейінің өзгеруі ауруды қалай көрсететінін немесе оған қалай ықпал ететінін терең түсінуге болады. Сонымен қатар, транскриптомдар зерттеушілерге қандай гендердің қай жасушаларда белсенді екендігі туралы жан-жақты, геномдық суретті жасауға мүмкіндік береді.


Мазмұны

Hox гендерінің өнімдері - Hox ақуыздары. Хокс ақуыздары - ДНҚ -дағы нуклеотидтердің белгілі бір тізбегімен байланысуға қабілетті белоктар болып табылатын транскрипция факторларының жиынтығы, олар жүздеген басқа гендерді белсендіреді немесе репрессиялайды. Сол Хокс ақуызы бір генде репрессор, екіншісінде активатор бола алады. Хокс белоктарының ДНҚ -ны байланыстыру қабілеті гомеодомаин деп аталатын ақуыздың бір бөлігімен беріледі. Гомеодомайн-ДНҚ-мен байланысатын 60-аминқышқылдық домен (оның сәйкес 180-негізді жұп ДНҚ тізбегімен, гомеобокспен кодталған). Бұл амин қышқылының тізбегі үшінші спиральмен тұрақталатын «спираль-бұрылу-спираль» (яғни гомеодомендік қатпар) мотивіне жиналады. Полипептидтік консенсус тізбегі төменде көрсетілген:. [8] Хокс ақуыздары көбінесе гомеобокс генінің әр түрлі түрлерімен кодталған PBC және Meis ақуыздары сияқты коэффициенттермен серіктестікте әрекет етеді. [9]

Гомеобокс гендері, демек, гомеодомаин ақуыз мотиві эукариоттардың көпшілігінде кездеседі. Хокс гендері гомеобокс гендерінің жиынтығы бола отырып, жақында жануарлар әлемінде немесе метазоа эволюциясында пайда болды. Жануарлар әлемінде Хокс гендері билатерияда [10] кездеседі (басынан аяғына дейін осі айқын жануарлар), сонымен қатар теңіз анемондары сияқты Книдарияда табылған. [11] Бұл Хокс гендері 550 миллион жыл бұрын пайда болғанын білдіреді. Билатерияда Хокс гендері көбінесе гендік кластерлерде орналасады, дегенмен гендер хромосомалық қайта реттелу арқылы бөлінген көптеген ерекшеліктер бар. [12] Хокс ақуыздары арасындағы гомеодомайн тізбегін салыстыру көбінесе түрлер арасындағы ұқсастықты көрсетеді, бұл байқау Хокс гендерінің кластерлері жануарлардың эволюциясының басында біртұтас Хокс генінен тандемдік қайталану мен кейінгі дивергенция арқылы пайда болды деген қорытындыға әкелді. Кемінде жеті түрлі Хокс генін қамтитын Хокс гендер кластері барлық билатерлік жануарлардың ортақ атасында болған. [10] [13]

Екі жақты жануарлардың көпшілігінде Хокс гендері эмбрионның басынан құйрық осінің бойында орналасқан, бұл олардың позицияны анықтаудағы рөлі ортақ, ежелгі белгі екенін көрсетеді. [14] Хокс ақуыздарының функционалды сақталуын шыбынның тауық еті Хокс ақуызымен үлкен дәрежеде жұмыс істей алатындығымен көрсетуге болады. [15] Сонымен, 550 миллион жыл бұрын өмір сүрген соңғы ортақ ата болғанына қарамастан, [16] сол Хокс генінің тауық пен шыбын нұсқасы шыбындардың төменгі ағысындағы гендерді нысанаға алатындай ұқсас.

Дрозофила меланогастері дене жоспарын құру мен эволюциясын түсінудің маңызды моделі болып табылады. Шыбындарда анықталған Хокс генінің қызметі мен логикасының жалпы принциптері екі жақты организмдерге, соның ішінде адамдарға да қолданылады. Дрозофила, барлық жәндіктер сияқты, сегіз Хокс гені бар. Олар екі комплекске топтастырылған, олардың екеуі де 3 -ші хромосомада орналасқан. Антеннапедия кешені (бұл Antp ген) бес геннен тұрады: лабиалды (зертхана), пробоскипедия (pb), деформацияланған (Dfd), жыныстық тарақ қысқарды (Scr) және антеннаапедия (Antp). Ultrabithorax генінің атымен аталған Bithorax кешені қалған үш геннен тұрады: Ultrabithorax (Ubx), іш-А (абд-А.) және құрсақ-В (abd-B.).

Labial Edit

The зертхана ген - бұл ең алдын ала көрсетілген ген. Ол бастың ішінде, бірінші кезекте, валааралық сегментте (антенна мен төменгі жақ сүйегі арасындағы қосымшасыз сегмент), сонымен қатар орта ішекте көрінеді. Функциясының жоғалуы зертхана сәтсіздігіне әкеледі Дрозофила эмбрион бастапқыда денесінің сыртында дамитын аузы мен басының құрылымдарын имитациялауға эмбрион (бұл процесті бас инволюциясы деп атайды). Бас инволюциясының бұзылуы сілекей бездері мен жұтқыншақтың жұмысын бұзады немесе жояды. The зертхана Бастапқыда ген осылай аталды, өйткені ол еріннің қосалқысын бұзды, алайда зертханалық ген лабиялық сегментте көрсетілмейді, ал еріннің фенотипі бас инволюциясының сәтсіздігінен туындаған кең дисорганизацияның нәтижесі болуы мүмкін. [17]

Пробоскипедияны өңдеу

The pb ген ерін және жоғарғы жақ пальпаларының пайда болуына жауап береді. Кейбір дәлелдер көрсетеді pb -мен өзара әрекеттеседі Scr. [18]

Деформацияланған өңдеу

The Dfd Ген дернәсілдік бастың жоғарғы және төменгі жақ сегменттерінің пайда болуына жауап береді. [19] ның мутантты фенотиптері Dfd ерінге ұқсас. Функциясының жоғалуы Dfd эмбрионда бастың инволюциясы бұзылады (еріндік генді қараңыз), дернәсілдік бас құрылымдары жоғалады. Ересек адамның мутациясында не бас бөліктерінің жойылуы, не бастың кеудеге сәйкестігі өзгереді. [17]

Жыныстық тарақтар қысқартылды Өңдеу

The Scr ген цефалальды және кеуде клеткаларының дамуына жауап береді Дрозофила эмбрион және ересек адам. [20]

Антенна медианы өңдеу

Екінші кеуде сегменті немесе Т2 жұп аяғы мен жұп қанатын дамытады. The Antp Ген бұл сәйкестікті аяқтың қалыптасуына ықпал ету және қанаттардың пайда болуына рұқсат беру (бірақ тікелей белсендірмеу) арқылы көрсетеді. Доминант Antp хромосомалық инверсиядан туындайтын мутация себеп болады Antp Диск антеннаны құрудың орнына аяқ жасайды, нәтижесінде аяқ шыбынның басынан шығады. [ дәйексөз қажет ]

Ultrabithorax өңдеу

Үшінші кеуде сегменті немесе Т3 жұп аяқтары мен жұптары бар (ұшу кезінде теңдестіру қызметін атқаратын өте төмен қанаттары). Ubx T3 үлгілері негізінен қанаттардың түзілуіне қатысатын гендерді репрессиялау арқылы. Қанатты пышақ бір -біріне тығыз жабысатын екі қабатты жасушалардан тұрады және бірнеше қанатты веналармен қоректік заттармен қамтамасыз етіледі. Бұл көптеген гендердің бірі Ubx репресстер жасушалық адгезияға қатысатын белоктарды белсендіретін көпіршікті және қан тамырларының орналасуына әсер ететін спальтты құрайды. In Ubx функциясын жоғалтқан мутанттар, Ubx енді қанат гендерін репрессияламайды, ал галтерлер екінші жұп қанаттар ретінде дамиды, нәтижесінде әйгілі төрт қанатты шыбындар пайда болады. Қашан Ubx екінші кеуде сегментінде қате көрсетілген, мысалы, «Cbx» күшейткіш мутациясы бар шыбындарда кездеседі, ол қанат гендерін басады, ал қанаттары галтер тәрізді дамиды, нәтижесінде төрт бұрышты шыбын пайда болады. [ дәйексөз қажет ]

Іш-түзету

In Дрозофила, абд-А. іштің 1 (А1) сегменттерінен А8 -ге дейін іштің көп бөлігінде көрінеді. Өрнегі абд-А. іш сегменттерінің көпшілігін сәйкестендіру қажет. Негізгі функциясы абд-А. жәндіктерде аяқ -қолдың түзілуін басады. In абд-А. функциясының жоғалуы бар мутанттар, іштің А2 мен А8 сегменттері A1 сияқты ұқсастыққа айналады. Қашан абд-А. эмбрион бойында эктопиялық түрде көрінеді, А4-тің алдыңғы бөлігінің барлық сегменттері А4 тәрізді абдоминальды түрге айналады. [17] abd-A гені эктодермада кутикула түзілу үлгісіне және мезодермада бұлшықеттердің қалыптасу үлгісіне әсер етеді. [18]

Abdominal-B өңдеу

Джин abd-B. реттеуші ақуыз және морфогенді ақуыз болып екі түрлі формада жазылады. Реттеуші abd-B. сегізінші және тоғызыншы сегменттердегі эмбриональды вентральды эпидермис құрылымдарын басады Дрозофила іш Құйрық сегментінің дамуына реттеуші ақуыз да, морфогенді ақуыз да қатысады. [18]

Ақуыздардың жоғары дәрежедегі ұқсастық дәрежесі, әдетте, функционалды ұқсастықтың жоғары дәрежесін көрсетеді деп есептеледі, яғни бірдей гомеодомендері бар Хокс ақуыздары ДНҚ-байланыстыратын қасиеттерге ие деп есептеледі (егер ДНҚ-байланыстыруға әсер ететін қосымша тізбектер белгілі болмаса). Екі түрлі түр арасындағы ақуыздар жиынтығын сәйкестендіру үшін, классификация схемалары қолданылады. Хокс ақуыздары үшін үш түрлі жіктеу схемасы бар: филогенетикалық қорытындыға негізделген, синтезге негізделген және ұқсастыққа негізделген. [21] Үш классификация схемасы дене осінің ортасында көрсетілген Hox ақуыздары үшін қарама -қайшы ақпарат береді (Hox6-8 және Antp, Ubx және абд-А.). Бірлескен әдіс әр түрдің филогенетикалық қорытындыға негізделген ақпаратын қолданды және ақуыздардың тізбектің түрлерін түрдің филогенетикалық ағашына түсірді. Бұл әдіс ақуыздарды ата -бабалар формасын жақсы көрсететінін анықтады (Hox7 және Antp) және жаңа, туынды нұсқаларды білдіретін ақуыздар (немесе ата -бабасында жоғалған және қазір көптеген түрлерде жоқ). [22]

Гокс гендері дамушы гендер иерархиясының көптеген деңгейлерінде әрекет етеді: «атқарушы» деңгейде олар басқа гендердің үлкен желілерін реттейтін гендерді реттейді (мысалы, қосымшаны құрайтын гендік жол). Олар сонымен қатар әр сегменттің тіндерін, құрылымдары мен мүшелерін қалыптастыру үшін осындай иерархиялардың түбінде әрекет ететін реализатор гендері немесе эффекторлық гендер деп аталатындарды тікелей реттейді. Сегментацияға морфогенез (прекурсорлық жасушалардың терминалды мамандандырылған жасушаларына дифференциациясы), ұқсас тағдырлары бар жасушалар тобының тығыз байланысы, жасушалардың бағдарламаланған өлімі арқылы құрылымдар мен сегмент шекараларының мүсіні және жасушалардың олар орнынан қозғалуы сияқты процестер кіреді. Біріншіден, олар ақыр соңында жұмыс істейтін жерде туылады, сондықтан Hox гендерінің мақсатты гендері жасушалардың бөлінуіне, жасушалардың адгезиясына, апоптозға және жасушалардың көші -қонына ықпал ететіні таңқаларлық емес. [5]

қалыпты висцеральды морфология үшін қажет

бастың жоғарғы және төменгі жақсүйегі арасындағы шекара

сандық, карпальды және тарс сүйектерін құрайтын дистальды аяқ

моноциттер (ақ қан клеткалары), жасушалық цикл тоқтап қалады

Гомеодомаин ақуызымен байланысқан ДНҚ тізбегінде TAAT нуклеотидтер тізбегі бар, 5 -терминалы Т байланыстыру үшін ең маңызды. [27] Бұл реттілік гомеодомендер танитын барлық дерлік сайттарда сақталған және ДНҚ байланыстыратын орындар сияқты орындарды ажыратады. Осы бастапқы реттілікке сәйкес келетін негізгі жұптар гомеодомаин ақуыздарын ажырату үшін қолданылады, олардың барлығында ұқсас тану орындары бар. Мысалы, TAAT тізбегіне сәйкес нуклеотид гомеодомаин ақуызының 9 -позициясында амин қышқылымен танылады. Ана ақуызы Бикоидта бұл позицияны гуанин нуклеотидін танып, байланыстыратын лизин алады. Антеннапедияда бұл позицияны аденинді танып, байланыстыратын глутамин алады. Егер бикоидтағы лизин глутаминмен алмастырылса, нәтижесінде пайда болған ақуыз антеннапедиа байланыстырушы күшейткіштерді таниды. [28]

Алайда, гомеодомен бар транскрипция факторларының барлығы бірдей ДНҚ тізбегін байланыстырады. Хокс ақуызының гомеодомайнымен байланысқан тізбек ұзындығы тек алты нуклеотидті құрайды және мұндай қысқа тізбек геном бойынша кездейсоқ кездейсоқ кездесе береді, бұл нақты функционалдық тораптар санынан әлдеқайда көп. Әсіресе, қате экспрессияланған кезде морфологияда осындай күрт өзгерістер туғызатын Хокс ақуыздары үшін, егер олардың барлығы бірдей тізбекті байланыстырса, әр транскрипция факторы осындай нақты және әр түрлі нәтиже бере алады деген сұрақ туындайды. Hox ақуыздарына ДНҚ тізбегінің спецификалығын енгізетін механизмдердің бірі - ақуыз кофакторларын байланыстыру. Hox кофакторларының екеуі экстрадентикулярлық (Exd) және гомоторакс (Hth). Exd және Hth Hox ақуыздарымен байланысады және Хокс ақуызының конформациялық өзгерістерін тудырады, бұл оның ерекшелігін арттырады. [29]

Хокс гендері реализатор гендерін реттейтіні сияқты, олар да өз кезегінде басқа гендермен реттеледі. Дрозофилада және кейбір жәндіктерде (бірақ жануарлардың көпшілігінде емес), Хокс гендері саңылау гендерімен және жұптық гендермен реттеледі, олар өз кезегінде анадан берілетін мРНҚ-мен реттеледі. Нәтижесінде транскрипциялық факторлар каскады пайда болады: аналық факторлар саңылауды немесе жұпты басқаратын гендердің саңылауын белсендіреді, ал жұпты басқаратын гендер Хокс гендерін белсендіреді, соңында Хокс гендері реализаторлардың гендерін белсендіреді, бұл дамып келе жатқан эмбрион сегменттерінің дифференциациялануына әкеледі. Реттеуге морфогендік өрістер деп аталатын ақуыз концентрациясының градиенттері арқылы қол жеткізіледі. Мысалы, бір ана ақуызының жоғары концентрациясы, ал басқаларының концентрациясының төмен болуы белгілі бір саңылау немесе жұптық гендердің жиынтығын қосады. Шыбындарда эмбрионның 2 -ші жолағы аналық ақуыздар Бикоид пен Хунчбекпен белсендіріледі, бірақ Giant және Kruppel ақуыздарымен басылады. Осылайша, 2 -жолақ тек Bicoid және Hunchback бар жерде пайда болады, бірақ жоқ онда Гигант пен Круппель бар. [30]

Хок кластерлерінде орналасқан микроРНҚ тізбектері алдыңғы гокс гендерін тежейді («артқы таралу құбылысы»), мүмкін оның өрнектеу үлгісін жақсырақ реттейді. [31]

Кодталмаған РНҚ (ncRNA) Хокс кластерлерінде мол екені дәлелденді. Адамдарда 231 ncRNA болуы мүмкін. Олардың бірі, HOTAIR, поликомб тобының ақуыздарымен (PRC2) байланысып, транс (ол HOXC кластерінен транскрипцияланады және кеш HOXD гендерін тежейді) үнсіз қалады. [32]

Хроматин құрылымы транскрипция үшін өте маңызды, бірақ сонымен қатар кластердің хромосома аумағынан шығуын талап етеді. [33]

Жоғары жануарларда, соның ішінде адамдарда, ретиной қышқылы артқы ось бойындағы Hox гендерінің дифференциалды экспрессиясын реттейді. [34] Хокс кластерлерінің 3 'ұштарындағы гендер ретиной қышқылымен индукцияланады, нәтижесінде ретиноин қышқылымен индукцияланбаған 5' Хокс гендерімен салыстырғанда денеде алдыңғыға қарай созылатын экспрессиялық домендер пайда болады, нәтижесінде экспрессиялық домендер артта қалады.

Сандық ПТР коллиниарлыққа қатысты бірнеше үрдістерді көрсетті: жүйе тепе -теңдікте және транскрипттердің жалпы саны сызықтық қатынасқа сәйкес гендердің санына байланысты. [35]

Кейбір организмдерде, әсіресе омыртқалыларда, әр түрлі Хокс гендері хромосомада бір -біріне өте жақын орналасқан. Хромосомадағы гендердің орналасу тәртібі дамып келе жатқан эмбриондағы гендердің экспрессиясымен бірдей, бірінші ген дамып келе жатқан организмнің алдыңғы шетінде көрінеді. Бұл үйлесімділіктің себебі әлі толық түсінілмеген, бірақ ген кластері бойынша хроматинді біртіндеп орау арқылы уақытша тізбектегі Хокс гендерінің активациясымен байланысты болуы мүмкін. Жоғарыдағы диаграмма шыбындардағы ақуыздар мен гендердің арасындағы байланысты көрсетеді. [ дәйексөз қажет ]

Гокс гендері олардың қызметі бұзылған кезде пайда болатын гомеотикалық фенотиптердің атымен аталады, онда бір сегмент екіншісінің сәйкестігімен дамиды (мысалы, антенналар болуы керек аяқтар). Әр түрлі филадағы Хокс гендеріне әр түрлі аттар берілді, бұл номенклатура туралы түсінбеушілікке әкелді. Хокс гендерінің комплементі Дрозофила Ол екі кластерден тұрады: Антеннапедия кешені мен Bithorax кешені, олар бірге тарихи түрде HOM-C (гомеотикалық кешен үшін) деп аталды. Тарихи түрде HOM-C гендері сілтеме жасаған Дрозофила гомологтар, ал Хокс гендері омыртқалы гомологтарға сілтеме жасаса, енді бұл айырмашылық жасалмайды, HOM-C және Hox гендері де Хокс гендері деп аталады. [ дәйексөз қажет ]

Омыртқалыларды өңдеу

Тышқандар мен адамдарда төрт кластерде 39 Hox гені бар: [36] [37]

Кластер Адам хромосомасы Гендер
[email protected] хромосома 7 HOXA1, HOXA2, HOXA3, HOXA4, HOXA5, HOXA6, HOXA7, HOXA9, HOXA10, HOXA11, HOXA13
[email protected] хромосома 17 HOXB1, HOXB2, HOXB3, HOXB4, HOXB5, HOXB6, HOXB7, HOXB8, HOXB9, HOXB13
[email protected] хромосома 12 HOXC4, HOXC5, HOXC6, HOXC8, HOXC9, HOXC10, HOXC11, HOXC12, HOXC13
[email protected] chromosome 2 HOXD1, HOXD3, HOXD4, HOXD8, HOXD9, HOXD10, HOXD11, HOXD12, HOXD13

The ancestors of vertebrates had a single Hox gene cluster, [38] [39] [ дәйексөз қажет ] which was duplicated (twice) early in vertebrate evolution by whole genome duplications to give four Hox gene clusters: Hoxa, Hoxb, Hoxc and Hoxd. It is currently unclear whether these duplications occurred before or after divergence of lampreys and hagfish from the rest of vertebrates. [40] Most mammals, amphibians, reptiles and birds have four HOX clusters, while most teleost fish, including zebrafish and medaka, have seven or eight Hox gene clusters because of an additional genome duplication which occurred in their evolutionary history. [41] [36] In zebrafish, one of the eight Hox gene clusters (a Hoxd cluster) has lost all protein-coding genes, and just a single microRNA gene marks the location of the original cluster. [42] In some teleost fish, such as salmon, an even more recent genome duplication occurred, doubling the seven or eight Hox gene clusters to give at least 13 clusters [43]

Hox genes, especially those of the HoxA and HoxD clusters, are implicated in the limb regeneration abilities of Amphibians and Reptiles. [44] In addition, one of the bat accelerated regions (analogous to human accelerated regions) called BAR116 is an enhancer that defines a unique expression pattern of HoxD genes in the fore and hind limbs, possibly playing a role in the evolution of wings. [45]

Amphioxus Edit

Amphioxus such as Branchiostoma floridae have a single Hox cluster with 15 genes, known as AmphiHox1 дейін AmphiHox15. [46]

Other Invertebrates Edit

Six Hox genes are dispersed in the genome of Цеенорабдит элегандары, a roundworm. [10] ( fig. 3 ) Гидра және Nematostella vectensis, both in the Phylum Cnidaria, have a few Hox/ParaHox-like homeobox genes. [47] [11] Hox gene expression has also been studied in brachiopods, [48] annelids, [49] and a suite of molluscs. [50]

The Hox genes are so named because mutations in them cause homeotic transformations. Homeotic transformations were first identified and studied by William Bateson in 1894, who coined the term "homeosis". After the rediscovery of Mendel's genetic principles, Bateson and others realized that some examples of homeosis in floral organs and animal skeletons could be attributed to variation in genes.

Definitive evidence for a genetic basis of some homeotic transformations was obtained by isolating homeotic mutants. The first homeotic mutant was found by Calvin Bridges in Thomas Hunt Morgan's laboratory in 1915. This mutant shows a partial duplication of the thorax and was therefore named Bithorax (bx). It transforms the third thoracic segment (T3) toward the second (T2). Bithorax arose spontaneously in the laboratory and has been maintained continuously as a laboratory stock ever since. [51]

The genetic studies by Morgan and others provided the foundation for the systematic analyses of Edward B. Lewis and Thomas Kaufman, which provided preliminary definitions of the many homeotic genes of the Bithorax and Antennapedia complexes, and also showed that the mutant phenotypes for most of these genes could be traced back to patterning defects in the embryonic body plan.

Ed Lewis, Christiane Nüsslein-Volhard and Eric F. Wieschaus identified and classified 15 genes of key importance in determining the body plan and the formation of body segments of the fruit fly D. меланогастер in 1980. [52] For their work, Lewis, Nüsslein-Volhard, and Wieschaus were awarded the Nobel Prize in Physiology or Medicine in 1995. [53]

In 1983, the homeobox was discovered independently by researchers in two labs: Ernst Hafen, Michael Levine, and William McGinnis (in Walter Gehring's lab at the University of Basel, Switzerland) and Matthew P. Scott and Amy Weiner (in Thomas Kaufman's lab at Indiana University in Bloomington).

Hox genes play critical roles in the development of structures such as limbs, lungs, the nervous system, and eyes. As T. R. Lappin and colleagues observed in 2006, "Evolutionary conservation provides unlimited scope for experimental investigation of the functional control of the Hox gene network which is providing important insights into human disease." In the future, more research can be done in investigating the roles of Hox genes in Leukaemia and cancer (such as EOC). [36]


Әдістер

Database Searches and Retrieval of Protein Sequences

Thorough TBlastN searches with several divergent homeodomain proteins of plants and animals were performed to retrieve homeobox genes of Arabidopsis through the TAIR database server (http://www.arabidopsis.org) and of rice through the Gramene database server (http://www.gramene.org). Likewise, analogous searches were performed for the maize genome, through the TAIR maize genome server (http://tigrblast.tigr.org/tgi_maize/) as well as the Plant Genome Database server (http://www.plantgdb.org/PlantGDB-cgi/blast/PlantGDBblast). The plant genome database server was also used to retrieve homeodomain sequences from other plants. The JGI Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Poptr1/) was used to retrieve all the Selaginella, moss, and poplar homeobox genes using TBlastN searches against the genomic sequence. Similarly, the TIGR Medicago genome server (http://tigrblast.tigr.org/er-blast/index.cgi?project=mtbe) was used to retrieve Medicago homeodomain sequences. A local database was created using Filemaker Pro 5 (Filemaker, Inc.) to store the retrieved sequences, annotations, accession numbers, expressed sequence tags (ESTs), and chromosomal location. The National Center for Biotechnology Information (NCBI) version of Mac Os X Blast (ftp.ncbi.nih.gov) was installed on a PowerMacG4 computer. The protein sequences in the Filemaker Pro 5 database were exported and reformatted for the local Blast. In order to remove the redundancy in the database, each sequence in the database was blasted against the database, and redundant entries were consolidated. New rounds of BlastP and TBlastN searches of the nr protein and GenBank databases at NCBI restricted to Arabidopsis thaliana using default values were carried out using representative homeodomains of different classes from plants and animals as a query (e.g., POU, LIM, CUT, Antp, HD-ZIP, BEL [ Bürglin 1994]). Hits from these searches were checked against data in the local Filemaker database using the “Search” feature (e.g., accession numbers, or N-terminal protein sequences), or a local Blast search of a retrieved hit was performed against the local database. New sequences identified in this fashion were added to the database. A preliminary Neighbor-Joining tree was generated, and PSI-Blast searches with a member of each evolutionary group used as a query were carried out against the nr protein database at NCBI, and iterations were stopped when no new sequences were detected. Every hit for the BlastP, TBlastN, and PSI-Blast searches was manually examined for its potential to be a homeodomain, according to the criteria outlined in the text. No particular д value was taken as an automatic cut-off point, as the goal was to detect as many homeobox genes as possible. In a few instances, Blast matrix and expected value were relaxed to include additional sequences, which were then checked manually for their potential as homeodomain sequences. Arabidopsis thaliana ESTs at NCBI were searched using each entry of our local database as a query using TBlastN. Searches of newly discovered conserved domains/motifs linked to homeobox genes were carried out using BlastP with default values and without species restriction, unless the results would lead to too many hits (e.g., PHD, DDT). All A. thaliana homeodomain protein entries (mislabeled as Hox) in the SMART database were also checked against the local database.

For rice, maize, and poplar, the genomic sequences of the few thousand nucleotides upstream and downstream of the homeodomain were analyzed to predict the complete homeodomain protein sequences using either the MIT Genescan server or the softberry FGENESH+ server, using the most similar plant gene from the blast searches as a guide. In the multiple sequence alignment, if the homeodomain showed obvious misalignment, the most similar plant sequence was used as a guide to correct the homeodomain following a three-frame translation of the sequence and manual determination of potential intron and exon boundaries. A similar procedure was used in some sequences that showed obvious gaps and misalignments within conserved domains upon sequence alignment. In those cases, the genomic sequence was examined, and it was compared either as three-frame translation with a closely related protein sequence or as DNA against a closely related DNA sequence, using the dot matrix program PPCMatrix ( Bürglin 1998b). The genomic sequence was translated in all three frames in PPCMatrix and examined for splice sites in the regions where the sequence similarity terminated. In the case of maize, part of the homeodomain could be found in one contig and the other part in a different contig. In this case, manual contig assemblies were carried out and finally confirmed by Blast searches. In several cases, Арабидопсис homeobox genes were repredicted with FGENSH+ using the most similar gene ortholog as a guide to obtain the full-length protein.

The European Molecular Biology Open Software suite was used for pairwise alignment and for locating the homeodomain sequence within a protein sequence. Sequences were submitted also to the SMART and NCBI CDD ( Schultz et al. 1998 Marchler-Bauer et al. 2003) to identify conserved domains. These databases did not contain or identify many of the conserved motifs and unusual homeodomain sequences.

The homeodomain DNA from representative members of each class were blasted against the JGI Chlamydomonas project Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Chlre3/Chlre3.home.html) to retrieve the Хламидомонадалар homeodomain sequences. Similarly, to recover the homeodomain protein sequences of Physcomitrella patens, TBlastN searches were performed at JGI (http://genome.jgi-psf.org/).

Multiple Sequence Alignment and Phylogenetic Analysis

The multiple sequence alignment tool MUSCLE ( Edgar 2004) was used for multiple protein sequence alignment. Sequences were further edited and aligned manually, when necessary, using the “Seaview” multiple sequence editor ( Galtier et al. 1996). For phylogenetic analyses of conserved domains, sequences were trimmed so that only the relevant protein domains remained in the alignment. Phylogenetic relationships were inferred using the maximum likelihood (ML) method as implemented in PHYML ( Guindon and Gascuel 2003). For the ML trees, the JTT ( Jones et al. 1992) substitution model was used and results were evaluated with 100 or 1,000 bootstrap replicates. Use of alternative substitution models (WAG, LG) did not affect the results in any of the cases tested (results not shown). The generated trees were displayed using TREEVIEW 1.6.6 (http://taxonomy.zoology.gla.ac.uk/rod/treeview.html) and NJPLOT by M. Gouy (http://pbil.univ-lyon1.fr/software/njplot.html).

Secondary Structure Prediction and Protein Homology Modeling

We predicted the secondary structures of several divergent homeodomain sequences using the PHD, JPRED, and Predict Protein servers ( Rost and Sander 1993 Cuff et al. 1998). For homology modeling, the crystal structure of the engrailed homeodomain (PDB id: 1enh) obtained from Protein Data Bank (PDB) was used as a template. The aligned sequences were submitted to SWISS-MODEL (http://www.expasy.org/swissmod/) to obtain the 3D structure of some of the atypical homeodomains. The model was viewed in Swiss-PDB Viewer ( Kaplan and Littlejohn 2001), and the quality of the model was judged by the phi–psi angle represented in Ramachandran Plots.


GPS for chromosomes: Reorganization of the genome during development

The spatial arrangement of genetic material within the cell nucleus plays an important role in the development of an organism. A research team from the University of Basel, in collaboration with scientists from Harvard University, has developed a method to trace the chromosomes in individual cells. Using this method, they have now been able to demonstrate that chromosomes reorganize during embryonic development. The study has recently been published in Молекулалық жасуша.

Our body is made up of a wide variety of cells with the most diverse functions. Irrespective of being heart, liver or nerve cells, however, they all contain the same genetic information. The reason why cells develop differently is that only parts of their chromosomes are read. This results in some genes being active while others, in contrast, are silent.

For gene activation, both the way the genes are packaged as well as their spatial organization in the cell nucleus play a decisive role. Prof. Susan Mango's team at the Biozentrum of the University of Basel has now investigated this 3D architecture more closely. Using a novel technique, they were able to trace individual chromosomes during embryonic development in nematodes and show that they rearrange themselves during the early phase.

Chromosome arrangement is not random

If stretched out, all the DNA molecules of a cell would reach about two meters in length. So the DNA must be densely packed to fit into a cell nucleus of only few micrometers in size. The DNA strands are very tightly coiled and twisted to form space-saving structures, called chromosomes. The packaging and the arrangement of the DNA of the chromosomes determines the activity of genes.

In their study, the researchers led by Prof. Susan Mango traced individual chromosomes and investigated their organization during early embryonic development. Embryonic cells of the nematode C. elegans served as a model. "Using a novel technique, we were able to follow the spatial rearrangement of chromosomes in single cells at the beginning of embryogenesis," says Mango. "The advantage of this method is that the cells and tissue remain completely intact."

Early chromosomes resemble a barbell

It is well know that chromosome regions with similar functional properties contact each other and interact. This means that chromosome domains segregated into two compartments, active and inactive. "During early embryogenesis, however, the chromosomes are organized differently," says Ahilya Sawh, first author of the study. "In the early embryo, they are organized into an unconventional barbell-like structure, with inactive compartments separated by a central active region." The researchers discovered that the nuclear lamina -- a protein mesh lining the inner surface of the cell nucleus -- is required to achieve this barbell arrangement. The lamina is attached to the inactive sections and stretches the chromosome.

Chromosomes reorganize during embryogenesis

"Only at a later stage of embryonic development, when the germ layers develop, we actually see the well-known segregation into an active and inactive region," explains Mango. "Using chromosome tracing, we were able to map the whole 3D chromosome architecture and could show for the first time that chromosomes rearrange during early development, a maturation process that requires the nuclear lamina."

The reorganization of the chromosomes accompanies cell maturation and represents a milestone in the development of a complex organism. The correct chromosomal architecture is crucial to prevent developmental disorders.


Cell Growth and Cell Division

Growth is defined as an irreversible increase in mass that is typically associated with an increase in volume. Plant cell growth is associated with meristems and must be carefully regulated in order for organogensis and histogenesis to occur in the appropriate patterns. The plant regulates growth by regulating the extensibility of its cell walls. A cell that has nonextensible cells walls can take up some water, but eventually the physical pressure of the water inside the cell pressing out on the cell wall (the turgor pressure) prevents the entry of additional water and any further change in volume. In contrast, a cell that has extensible cell walls can take up a substantial volume of water and thus increase in size. Turgor pressure that would otherwise prevent water entry momentarily decreases because the walls keep stretching.

Typically cell growth occurs in small increments: (1) wall extensibility increases, reducing turgor pressure (2) reduced turgor pressure allows water to enter the cell, increasing cell volume (3) wall extensibility decreases, allowing the cell to build up turgor and preventing further water entry and (4) the cell undergoes a cycle of synthesis of cytoplasmic and wall components, adding to the cell's mass. This cycle of incremental growth is repeated many times until the cell reaches its final size.

The plant hormones auxin and gibberellin are produced in the vicinity of the apical meristems and usually act in concert to induce cell growth. Both hormones regulate wall extensibility, but carry out this function in different ways. Auxin induces the activity of cell membrane H + adenosine triphosphatase (ATPase) molecules. Proton (H + ) extrusion lowers the pH of the cell wall, thus activating the cell wall enzyme expansin. Expansin cleaves the hydrogen bonds between two cell wall components: The целлюлоза microfibrils and the hemicellulose molecules that link adjacent cellulose microfibrils. Breakage of these bonds allows these structural wall components to reposition themselves farther apart, increasing wall extensibility. Gibberellic acid, on the other hand, stimulates the activity of another cell wall enzyme called xyloglucan endotransglycosylase (XET). Xyloglucans are a type of hemicellulose that is cleaved by the XET enzyme. Breakage of the

Cell division and cell growth are often tightly linked. When the rate of cell division is balanced by cell growth, as in the apical meristems, average cell size does not increase. As the meristem grows away from earlier formed cells, the ratio of growth to division increases, resulting in overall cell enlargement. As the tissues mature further, cell division ceases completely, giving rise to zones of pure cell enlargement where most of the visible growth of the plant occurs. This relationship between division and growth, coupled with observations of the predictable planes of cell division during histogenesis, indicates that cell division is carefully regulated during plant development.

Molecules called cyclin-dependent kinases (CDKs) are key regulators of cell cycling (including cell division) in plants. CDKs are activated by association with a regulatory subunit called a cyclin and by фосфорлану and dephosphorylation events. The plant hormone cytokinin appears to regulate the cell cycle by interacting with the CDKs. Cytokinins enhance the synthesis of the cyclin subunits that are required for the cell to enter the deoxyribonucleic acid (DNA) synthesis phase of the cell cycle. Cytokinins also enhance the CDK dephosphorylation step that is required for the cell to progress into mitosis . Both of these processes are inhibited by the hormone abscisic acid thus a ⋞velopmental tug-of-war" occurs between a division-enhancing hormone and a division-suppressing hormone. The delicate balance between them determines the rate of cell division and this type of interaction is probably typical of the hormonal regulation of many aspects of plant development.


DNA Sequencing Techniques

DNA sequencing techniques are used to determine the order of nucleotides (A,T,C,G) in a DNA molecule.

Үйрену мақсаттары

Differentiate among the techniques used to sequence DNA

Негізгі тағамдар

Негізгі ұпайлар

  • Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology and has vast potential for medical diagnosis and treatment.
  • DNA sequencing technologies have gone through at least three “generations”: Sanger sequencing and Gilbert sequencing were first-generation, pyrosequencing was second-generation, and Illumina sequencing is next-generation.
  • Sanger sequencing is based on the use of chain terminators, ddNTPs, that are added to growing DNA strands and terminate synthesis at different points.
  • Illumina sequencing involves running up to 500,000,000 different sequencing reactions simultaneously on a single small slide. It makes use of a modified replication reaction and uses fluorescently-tagged nucleotides.
  • Shotgun sequencing is a technique for determining the sequence of entire chromosomes and entire genomes based on producing random fragments of DNA that are then assembled by computers which order fragments by finding overlapping ends.

Негізгі шарттар

  • DNA sequencing: a technique used in molecular biology that determines the sequence of nucleotides (A, C, G, and T) in a particular region of DNA
  • dideoxynucleotide: any nucleotide formed from a deoxynucleotide by loss of an a second hydroxyl group from the deoxyribose group
  • in vitro: any biochemical process done outside of its natural biological environment, such as in a test tube, petri dish, etc. (from the Latin for “in glass”)

DNA Sequencing Techniques

While techniques to sequence proteins have been around since the 1950s, techniques to sequence DNA were not developed until the mid-1970s, when two distinct sequencing methods were developed almost simultaneously, one by Walter Gilbert’s group at Harvard University, the other by Frederick Sanger’s group at Cambridge University. However, until the 1990s, the sequencing of DNA was a relatively expensive and long process. Using radiolabeled nucleotides also compounded the problem through safety concerns. With currently-available technology and automated machines, the process is cheaper, safer, and can be completed in a matter of hours. The Sanger sequencing method was used for the human genome sequencing project, which was finished its sequencing phase in 2003, but today both it and the Gilbert method have been largely replaced by better methods.

Sanger Method: In Frederick Sanger’s dideoxy chain termination method, fluorescent-labeled dideoxynucleotides are used to generate DNA fragments that terminate at each nucleotide along the template strand. The DNA is separated by capillary electrophoresis on the basis of size. From the order of fragments formed, the DNA sequence can be read. The smallest fragments were terminated earliest, and they come out of the column first, so the order in which different fluorescent tags exit the column is also the sequence of the strand. The DNA sequence readout is shown on an electropherogram that is generated by a laser scanner.

Sanger Sequencing

The Sanger method is also known as the dideoxy chain termination method. This sequencing method is based on the use of chain terminators, the dideoxynucleotides (ddNTPs). The dideoxynucleotides, or ddNTPSs, differ from deoxynucleotides by the lack of a free 3′ OH group on the five-carbon sugar. If a ddNTP is added to a growing DNA strand, the chain is not extended any further because the free 3′ OH group needed to add another nucleotide is not available. By using a predetermined ratio of deoxyribonucleotides to dideoxynucleotides, it is possible to generate DNA fragments of different sizes when replicating DNA in vitro.

A Sanger sequencing reaction is just a modified in vitro DNA replication reaction. As such the following components are needed: template DNA (which will the be DNA whose sequence will be determined), DNA Polymerase to catalyze the replication reactions, a primer that basepairs prior to the portion of the DNA you want to sequence, dNTPs, and ddNTPs. The ddNTPs are what distinguish a Sanger sequencing reaction from just a replication reaction. Most of the time in a Sanger sequencing reaction, DNA Polymerase will add a proper dNTP to the growing strand it is synthesizing in vitro. But at random locations, it will instead add a ddNTP. When it does, that strand will be terminated at the ddNTP just added. If enough template DNAs are included in the reaction mix, each one will have the ddNTP inserted at a different random location, and there will be at least one DNA terminated at each different nucleotide along its length for as long as the in vitro reaction can take place (about 900 nucleotides under optimal conditions.)

The ddNTPs which terminate the strands have fluorescent labels covalently attached to them. Each of the four ddNTPs carries a different label, so each different ddNTP will fluoresce a different color.

After the reaction is over, the reaction is subject to capillary electrophoresis. All the newly synthesized fragments, each terminated at a different nucleotide and so each a different length, are separated by size. As each differently-sized fragment exits the capillary column, a laser excites the flourescent tag on its terminal nucleotide. From the color of the resulting flouresence, a computer can keep track of which nucleotide was present as the terminating nucleotide. The computer also keeps track of the order in which the terminating nucleotides appeared, which is the sequence of the DNA used in the original reaction.

Second Generation and Next-generation Sequencing

The Sanger and Gilbert methods of sequencing DNA are often called “first-generation” sequencing because they were the first to be developed. In the late 1990s, new methods, called second-generation sequencing methods, that were faster and cheaper, began to be developed. The most popular, widely-used second-generation sequencing method was one called Pyrosequencing.

Today a number of newer sequencing methods are available and others are in the process of being developed. These are often called next-generation sequencing methods. The most widely-used sequencing method currently is one called Illumina sequencing (after the name of the company which commercialized the technique), but numerous competing methods are in the developmental pipeline and may supplant Illumina sequencing.

In Illumina sequencing, up to 500,000,000 separate sequencing reactions are run simultaneously on a single slide (the size of a microscope slide) put into a single machine. Each reaction is analyzed separately and the sequences generated from all 500 million DNAs are stored in an attached computer. Each sequencing reaction is a modified replication reaction involving flourescently-tagged nucleotides, but no chain-terminating dideoxy nucleotides are needed.

When the human genome was first sequenced using Sanger sequencing, it took several years, hundreds of labs working together, and a cost of around $100 million to sequence it to almost completion. Next generation sequencing can sequence a comparably-sized genome in a matter of days, using a single machine, at a cost of under $10,000. Many researchers have set a goal of improving sequencing methods even more until a single human genome can be sequenced for under $1000.

Shotgun Sequencing

Sanger sequence can only produce several hundred nucleotides of sequence per reaction. Most next-generation sequencing techniques generate even smaller blocks of sequence. Genomes are made up of chromosomes which are tens to hundreds of millions of basepairs long. They can only be sequenced in tiny fragments and the tiny fragments have to put in the correct order to generate the uninterrupted genome sequence. Most genomic sequencing projects today make use of an approach called whole genome shotgun sequencing.

Whole genome shotgun sequencing involves isolating many copies of the chromosomal DNA of interest. The chromosomes are all fragmented into sizes small enough to be sequenced (a few hundred basepairs) at random locations. As a result, each copy of the same chromosome is fragmented at different locations and the fragments from the same part of the chromosome will overlap each other. Each fragment is sequenced and sophisticated computer algorithms compare all the different fragments to find which overlaps with which. By lining up the overlapped regions, a process called tiling, the computer can find the largest possible continuous sequences that can be generated from the fragments. Ultimately, the sequence of entire chromosomes are assembled.

Whole genome shotgun sequencing.: In shotgun sequencing, multiple copies of the same chromosome are isolated and then fragmented in random locations. The different copies of the chromosome end up generating different length fragments. When the complete collection of fragments has been sequenced, comparing the sequences of all the fragments will reveal which fragments have ends that overlap with other fragments. The complete sequence from one end of the original DNA to the other can be assembled by following the sequence from the first overlapping fragment to the last.

Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology. It has vast potential for medical diagnosis and treatment.


The Late Embryogenesis Abundant Protein Family in Cassava ( Manihot esculenta Crantz): Genome-Wide Characterization and Expression during Abiotic Stress

Late embryogenesis abundant (LEA) proteins, as a highly diverse group of polypeptides, play an important role in plant adaptation to abiotic stress however, LEAs from cassava have not been studied in cassava. In this study, 26 LEA members were genome-wide identified from cassava, which were clustered into seven subfamily according to evolutionary relationship, protein motif, and gene structure analyses. Chromosomal location and duplication event analyses suggested that 26 MeLEAs distributed in 10 chromosomes and 11 MeLEA paralogues were subjected to purifying selection. Transcriptomic analysis showed the expression profiles of MeLEAs in different tissues of stem, leaves, and storage roots of three accessions. Comparative transcriptomic analysis revealed that the function of MeLEAs in response to drought may be differentiated in different accessions. Compared with the wild subspecies W14, more MeLEA genes were activated in cultivated varieties Arg7 and SC124 after drought treatment. Бірнеше MeLEA genes showed induction under various stresses and related signaling treatments. Taken together, this study demonstrates the transcriptional control of MeLEAs in tissue development and the responses to abiotic stress in cassava and identifies candidate genes for improving crop resistance to abiotic stress.

Кілт сөздер: abiotic stress cassava characterization genome-wide analysis late embryogenesis abundant (LEA) protein.

Мүдделер қақтығысы туралы мәлімдеме

Авторлар мүдделер қақтығысы жоқ деп мәлімдейді.

Фигуралар

Evolutionary analysis of the LEAs…

Evolutionary analysis of the LEAs from cassava, rice, and Арабидопсис . A total…

The conserved motifs of the…

The conserved motifs of the MeLEAs according to the evolutionary classification. The conserved…

The exon-intron structure of the…

The exon-intron structure of the MeLEAs based on the evolutionary relationship. Exon-intron analysis…

Distribution of the MeLEAs on…

Distribution of the MeLEAs on chromosomes. The 26 MeLEAs were mapped to 10…

Segmental duplication of LEA genes…

Segmental duplication of LEA genes in cassava. Chromosomes are illustrated in different colour…

Expression patterns of MeLEAs in…

Expression patterns of MeLEAs in different tissues and in response to drought stress.…

Expression profiles of the MeLEAs…

Expression profiles of the MeLEAs in leaves under salt, osmotic, cold, H 2…


Бейнені қараңыз: Тесты на овуляцию ПРОВЕРЕННЫЕ Качество ГАРАНТИРУЮ (Қаңтар 2022).